貼壁細胞消化傳代時通常采用兩種方法：一、加入胰酶等細胞脫落后，再加培養基中止胰酶作用，離心傳代；二、加入胰酶后，鏡下觀察待細胞始脫落時，棄胰酶，加培養液分瓶。但前者太麻煩，而后者有可能對細胞施加胰酶選擇，因為總是貼壁不牢的細胞先脫落，對腫瘤細胞來說，這部分細胞有可能是惡性程度較高的細胞亞群。
      介紹一種簡單的消化傳代方法和各位共享。加入PBS洗去血清或加入胰酶先中和血清的作用（30s），棄之，再加入適量胰酶作用10s-40s（根據細胞消化的難易程度），棄之，這樣依賴殘余的胰酶就可將細胞消化單細胞。
1、洗去血清
2、加1/5V PBS/D-Hank‘s，2到3次
3、1/10V 胰酶
4、鏡下觀察，見突起縮回（細胞間隙增大）即加含血清培液
5、吹打后（加培液）
6、分種
      對于較難消化的細胞，可以用2%利多卡因消化5-8分鐘，然后再棄去，加培養基吹打也可以，對細胞的影響不大。
1、棄去舊培養液，PBS或D液清洗2－3遍（除去舊培養液中血清的影響）；
2、加入0.125% (0.25%也可以) 胰酶6滴（25cm2的培養瓶），使胰酶剛剛可以布滿整個底；
3、作用1min左右,用含10%血清的培養液3-5ml中和；
4、輕柔吹打細胞脫壁, 離心。
       贊同不用PBS也不用Hanks洗，只要把舊培養液吸的干凈一點，直接加酶消化應該不會有什么問題。
對付難消化細胞的做法是棄取培養液后，用0.04%的EDTA沖洗一次，再用1/4v的0.04%的EDTA室溫孵育5min，棄取大部分EDTA，加入與剩余EDTA等量的胰酶（預熱）總體積1/10v。消化到有細胞脫落。不過有人說EDTA對細胞不好。
        EDTA對細胞有損傷作用，一般在難消化的細胞才和胰酶合用，用了EDTA后把細胞離心后洗幾遍洗去EDTA。
shou先，EDTA對細胞肯定有傷害，EDTA可以與細胞膜上很多大分子蛋白上的中金屬成分發生螯合，致使蛋白變性影響蛋白質的生物活性而發生損傷。
       但是，這種損傷是可逆的。就細胞傳代所用的濃度和時間條件下，還不致對細胞產生過大影響。其實Hyclone的胰酶中就有EDTA。
       因此在一般細胞操作中不能用TE代替PBS洗細胞。
       如果EDTA對細胞的傷害不是可逆的，想象一下，過去重金屬中毒時用EDTA解毒豈不是又喝了一種毒藥！
培養的BASMC：倒掉舊培養液，加入少量胰酶沖一下，倒掉，再加入0.125-0.25%胰酶約6-10滴或1ml（25ml bottle）消化，再加入適量新培養基中和，并分瓶 這種方法簡單、省事；效果很好并且不損失細胞！
問題1：
       我的細胞消化要用EDTA加胰酶消化20分鐘，有什么好辦法？
解答1：
       先用PBS把細胞洗兩遍，使瓶內沒有血清了，減少對胰酶的中和，然后用新配的0.25%的胰酶加入3ml左右，放在37度，然后可以在細胞有些消化下來時，拿著瓶口，運用手腕的力量輕輕震蕩瓶內液體，這樣細胞很快就下來了，還不需要吹打，分散也均勻


問題2：
       消化細胞后都用什么洗滌呀？帶血清的PBS，還是直接用PBS，或者是用培養液呀？我原代培養的細胞二次接種后總是有些細胞鋪不開，有些又鋪很好，不知是什么問題，求教一下
解答2：
       不管是進口血清或是G產血清，都用PBS直接沖洗三次即可，沒有必要用DMEM或加血清的培養液。見意你查查胰酶消化的原理，本論壇中就有，加了血清胰酶怎么消化呀。
       

       細胞鋪不開，原因有二：一是消化時離心管中的細胞沒有吹打開，解決方法是離心后的細胞加3ml左右的培養基，用吸管輕輕吹打，吹打開后，再加培養基，這樣細胞不會成團，培養基太多，細胞不容易吹打開。二是接種時，培養瓶中先加培養基，再接種細胞，接種后輕輕晃動搖勻。先加細胞后加培養基或不晃動搖勻，其結果就是細胞鋪不開。
       養MSCs，傳代時候胰酶消化過后，用加血清的培養液終止消化，再離心。棄上清夜，再加入含血清培養液，重懸浮細胞，吹打均勻，計數，安所需密度接種。先用少量培養液，比如1到2ml，潤濕培養瓶，然后再接種細胞原因是如果直接接種細胞的話，肯定有的地方接觸了較多培養液，而有的地方幾乎就沒有培養液，細胞當然不會在沒有營養的地方待著了。
       總之，先用少量培養液潤濕應該是一個解決辦法。
我們的觀點為：
1、不洗的細胞傳代后，次日一般要換液一次，除去沒有貼壁的死細胞．如果是懸浮生長的細胞則不用處理。
2、用離心洗滌來出去殘留胰酶是不必要的，增加污染機會，也造成細胞丟失，還會使些一些細胞死亡。


問題3：
       以前一直養懸浮細胞，現在養貼壁細胞，總感覺消化時間老是把握不好，有時候消化過頭了，損失很多細胞；有時又消化不充分，導致吹打時候困難，懇請各位給予指點！
解答3：
       消化時間和細胞類型、消化液的消化能力、細胞的密度等多種因素有關。一般養一種新的細胞要摸索一下消化時間，掌握細胞消化到什么程度恰到好處。新配的消化液消化能力較強，配好后可分裝成小管，一次用完，其余凍在－20℃，以保持酶活力。消化液只需鋪滿瓶底即可，可放入培養箱中，因外在37℃時酶的活力高于常溫，有利于縮短消化時間。還有一種方法，就是將胰酶鋪滿瓶底后，輕搖培養瓶，使胰酶與細胞充分解除，然后倒掉大部分胰酶，利用剩余的少量胰酶再消化一段時間，待細胞間空隙增大，瓶底呈花斑狀即可。細胞生長到覆蓋70～80％瓶底時消化較好，若細胞密度過大則消化后細胞易成團。#p#分頁標題#e#
       消化時間不應超過5分鐘，否則對細胞損害很大。消化液覆蓋細胞，成一薄膜，然后反復傾斜，使消化液沖刷細胞，當細胞收縮，部分細胞脫落時，可用完全培養基馬上中和，同時吹打壁上細胞。應該沒問題。
       消化的時間不能一概而倫，要看你的細胞的種類，即使同一種細胞，在不同的細胞株也回出現消化的時間不同的現象，象我們實驗室以前的VERO細胞就很好消化，一般就是2-3分鐘左右，現在重新拿了一株新的VERO細胞平均每次消化在5分鐘以上；其次要看你配的胰酶的質量，如果配的比較好，消化的時候就要好消化一點，反之就久一點。還要在你看到消化過頭的情況下，如果細胞下來的比較多了，這時你把CMF或PBS連同細胞棄去是很浪費的，你還不如就連同CMF或PBS加上營養液一起傳，因為營養液中有血清，胰酶一遇到血清就會自動終止消化，當然這樣對你的細胞是有一定的影響的，但是這也是補救的**方法，我消化過頭的時候都是這樣處理的，只要你的血清質量夠好，細胞一般都會張的較好。


問題4：
       本人用胰酶冷消化細胞后，終止消化后，發現絮狀的組織細胞怎么也吹不散，都不容易移入培養瓶。是為什么呢？
解答4：
       我們實驗室使用胰酶消化細胞時胰酶并不預熱，而是直接從4攝氏度冰箱中取出在室溫中直接使用，對消化效果影響不大。不過我想可能有幾個原因：
       其一：細胞生長過度，也就是在有限的空間里面細胞數量太多，相同時間內消化進行不徹底，導致大量細胞間連接沒有破壞掉。
       其二：消化時間不夠。
       其三：樓上所說的情況我還沒有經歷過，可能也存在吧。不過我想應該取決于樓主用胰酶消化的細胞的性質。
       在培養人前列腺癌細胞PC-3M時也遇到過類似問題。當時是準備做流式，看藥物對細胞周期和調亡的影響。shou先排除了藥物對細胞的影響，后來發現可能是由于細胞屬高度轉移的細胞系，貼壁不牢，常規消化會破壞細胞膜，出現非常難吹散的白色絮狀物。于是嘗試了以下兩種方法：1、加入消化液使其撲滿瓶底后迅速將其倒出，縮短消化時間。2、不使用消化液，用培養液直接將貼壁細胞吹打下來。此法會造成細胞丟失，但完全避免了消化液消化過度的影響，在細胞量較大時可嘗試。此外，還在文獻上看到常規消化后，加入含血清的PBS洗細胞，終止殘存消化液的作用，我沒有親自嘗試過。
       其實冷消化和熱消化都無所謂，當然一般熱消化會比冷消化要好一點，因為胰酶在加熱時活性高一些，這取決于你的細胞．出現絮狀物可能是你的細胞破碎后DNA釋放造成，你可以試用ＤＮａｓｅ把它裂解掉．我也曾遇見過類似情況，加ＤＮａｓｅ就沒有了．當然也可能是其它原因，你可以摸索一下．ＤＮａｓｅ使用濃度一般２０－３０ｕ／ｍｌ，你可以在配胰酶時直接加到胰酶中．